Méthodes d’extractions, de séparations et de dosages

Dans le cadre de cette étude, différentes voies d’extractions, de séparations et de dosages des organoétains contenus dans des échantillons aussi bien solides que liquides ont été étudiées. Les principales sont rassemblées ci-après.

La méthode de microextraction sur phase solide (SPME) suivie d’une détection par photométrie de flamme pulsée, méthode très récente (2003) et originale, sera présentée en détaille.
 

 

Procédures d'extractions


        Les méthodes usuellement utilisées pour extraire les organoétains des sédiments sont l'extraction à l'acide (utilisation d'aide acétique glacial) et l'extraction à l'aide de solvants. Ces dernières méthodes donnent accès à des valeurs fiables en composés organostanniques di et tri-substitués, mais pas pour les monosubstitués. [1]

Extraction à l'acide acétique

0,5g d'échantillon de sédiment (ou 1g d'échantillon minéral) sont extraits  à l'aide de 4mL d'eau Milli-Q, 4mL d'une solution d'HCl (1M) dans du méthanol et 4mL d'acide acétique glacial. Des chlorures de sodium, de potassium, de calcium ou d’aluminium ainsi que des sulfates de cuivre sont additionnés aux solvants précédemment nommés avec une concentration de 1M. Du tropolpone est ensuite ajouté à une concentration de 0,05-0,4% dans l'acide acétique glacial uniquement avec du CaCl2 (1M). Puis, les solutions sont mélangées avec 5ng de triéthylétain (étalon interne) et les tubes de verre sont agités horizontalement dans un environnement noir pendant 24h. Après l'extraction, les échantillons sont centrifugés pendant 10 minutes à 1300×g. Les solutions sont enfin transférées dans des fioles jaugées et diluées à 85mL environ avec de l'eau Milli-Q.

Remarque : le triéthylétain n'est pas présent dans la nature c’est pourquoi il est choisi comme étalon interne.

Extractions par micro-ondes

0,2g d'échantillon étalonné avec 5ng de triéthylétain sont extraits  à l'aide de 10mL d'acide acétique à 50%. Ce mélange est ensuite placé au micro-ondes à 60W pendant 3 minutes.

 
 

Extractions par ultrasons

0,2g d'échantillon étalonné avec 5ng de triéthylétain sont extraits  à l'aide de 5mL d'acide acétique glacial. Ce mélange est ensuite placé dans un bain à ultrasons pendant 4 minutes.

Extraction accélérée à l'aide de solvant

Cette extraction est réalisée à l'aide d'une solution d'acide acétique (1M) et d'acétate (1M) dans du méthanol. 0,5g d'échantillon étalonné avec 5ng de triéthylétain sont placés dans une cellule d'extraction avec le solvant. Le tout est ensuite chauffé à 100°C pendant 5 minutes.

Pour les échantillons de sols, cette procédure comprend 5 cycles de 5 minutes chacun. Entre chaque cycle, 4mL de solvant sont ajoutés. A la fin de l'extraction, la cellule est rincée avec 4mL de solvant puis purgée à l'azote.

Après chaque extraction, les solutions surnageantes (après une étape de centrifugation) sont placées dans des fioles jaugées de 100mL. Une solution d'acétate tamponnée à pH =4 est utilisée pour ajuster le pH des solutions. Les fioles sont ensuite remplies jusqu'à 85mL avec de l'eau Milli-Q.

Préparation des solutions extraites pour l’analyse

Les solutions obtenues selon les différentes méthodes d'extractions présentées précédemment contiennent les composés organostanniques à analyser. Cependant, ils ne peuvent pas toujours être dosés directement. Une étape de dérivation (ou alkylation) s’avère être nécessaire.[1]

Les extraits sont donc dérivés avec 0,5mL d'une solution de NaBPr4 dans un becher. Le pH est ajusté à l'aide d'une solution d'acide acétique tamponnée. L'extraction est réalisée avec 1mL de cyclopentane pendant 10 minutes d'agitation vigoureuse. Le cyclopentane est séparé par centrifugation (8800×g). La solution est nettoyée par passage sur un gel de silice (pipette Pasteur remplie de 0,15g de gel de silice : 0,063 - 0,2µm), chauffé à 500°C pendant une nuit et désactivé à 5% avec de l'eau distillée.
 

 
 
 
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Techniques de détections des différentes espèces organostanniques

L'analyse des différentes espèces organostanniques nécessite souvent une étape de séparation en amont de la détection.

La chromatographie en phase gazeuse (GC) est couramment utilisée pour analyser les organoétains. En effet, elle permet une excellente résolution des pics et la possibilité d'utiliser différents systèmes de détection (MS, émission atomique ou photométrie de flamme). Les composés organostanniques (sauf les tétrasubstitués) ne sont pas assez volatils pour être utilisés directement en GC . C'est pourquoi l'analyse de ces composés par GC nécessite une étape antérieure de dérivation telle que l'alkylation (réation de Grignard : procédure délicate et longue) ou l'éthylation (avec du tétraéthylborate de sodium).

 

La chromatographie en phase liquide (LC) ne nécessite par d'étape antérieure de dérivation. Les méthodes basées sur la LC sont donc souvent plus simples à mettre en oeuvre et plus rapides.[6]

Exemples de LC :

Méthodes de LC couplées à un détecteur ICP-MS

Nous pouvons citer Remarque : la méthode de chromatographie échangeuse d'ions est la plus utilisée malgré la forte interaction qui s'établie entre les espèces monosubstituées et la phase stationnaire et qui donc peut biaiser les résultats. Pour réaliser la séparation des composés mono-, di- et  tri-substitués une phase mobile complexante ou des gradients de pH pour l'éluant sont proposés.
 

Méthodes de LC couplées à une méthode basée sur la dilution d'isotopes (ID)

L’étain a 10 isotopes naturels. Les plus abondants sont :

116Sn         14,54%

117Sn         7,68%

118Sn         24,22%

119Sn         8,59%

120Sn         32,58%

L’isotope Sn(120) étant le plus abondant et n’ayant pas d’interférences, la détection de l’étain par ICP-MS se fait sur cet isotope.
 

 

Autres méthodes :

Remarque : voici les méthodes de détections sensibles conseillées pour détecter les organoétains: 

ØPour l'eau, la norme ISO préconise les détecteurs (détection des mono, di, tri et tétra butylétains, monodioctylétain, triphénylétain et tricyclohexylétain)

·PFPD

·FPD (le moins sensible)

·SM

·détecteur à émission atomique

ØPour les sédiments, la norme AFNOR T 90250 préconise les détecteurs (détection des mono, di, tri et tétra butyl et phénylétains)

·PFPD

·FPD (le moins sensible)

·SM

·détecteur à émission atomique

·ICP-MS

·AAS


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Méthode de la SPME = Microextraction sur phase solide

 

 

Cette méthode nous a été présentée par Marjorie Le Gac du Laboratoire de chimie analytique, bio-inorganique et environnement de Pau. Cette méthode est adaptée aussi bien pour le dosage des organoétains adsorbés sur des sédiments que dissous dans des échantillons liquides.
 

 

Historique :

La microextraction sur phase solide (SPME) a été décrite pour la première fois dans la littérature par Arthur et Pawliszyn en 1990. Lors des premières expériences, les fibres optiques d’une phase stationnaire liquide ou solide étaient mises en contact avec un échantillon aqueux pour extraire des composés organiques volatils. Les premières études décrites mettaient en œuvre des fibres avec un revêtement de type polymère : PDMS pour les composés apolaires tels que le benzène (Arthur et al., 1992, Louch et al., 1992) ou polyacrylate pour les composés polaires tels que les phénols ( Buccholz et al., 1993).

Le procédé a très rapidement évolué grâce à la mise au point d’une seringue de type Hamilton 7000 modifiée dont l’extrémité de l’aiguille comporte une fibre recouverte :

·Soit d’une phase solide constituée de polymère (PDMS, polyacrylate ou carbowax) dans le cas d’études de phases liquides 

·Soit d’une phase mixte en DVB, CW-DVB ou carboxen-PDMS. Dans ce cas, des microsphères poreuses sont immobilisées sur un film liquide. 
 

 

        Le fibre en polydiméthylsiloxane (PDMS) est la plus utilisée dans tous les champs d’applications de la SPME. Les phases présentant une couche poreuse n’ont été développées que récemment (Liu et al., 1997) et ont permis d’élargir considérablement le panel des fibres commercialisées.
Remarque : 

Un schéma du système de SPME utilisée principalement est présenté sur la figure suivante (thèse de Chrystelle Bancon Montigny): 
 

 


D'après Sandrine Aguerre, 2001

Principe de la méthode analytique

Extraction des composés organostanniques avant analyse

Avant de doser les différentes espèces organostanniques contenues dans un échantillon solide (sédiment, échantillons biologiques et boues de stations d'épuration), une étape de prétraitement est nécessaire : mise en solution des organoétains.

Exemple pour les sédiments :

Des sédiments sont placés dans un tube à centrifuger en polyéthylène en présence d’acide acétique glacial. Ce mélange est alors agité pendant une nuit, à l’obscurité sur une table d’agitation elliptique. Après centrifugation, le surnageant (ou extrait acide) est recueilli et analysé.

Remarque : le polycarbonate est le matériau qui semble minimiser au maximum les phénomènes d’adsorption des organoétains sur les parois du récipient, mais le polyéthylène et le verre sont des matériaux moins coûteux qui sont aussi adaptés pour le stockage d’effluents pour ce type d’études.

Dérivation et analyse

La technique de spéciation des composés organostanniques se décompose en deux étapes :

La dérivation

        La dérivation est l’étape d’éthylation des organoétains par du tétraéthylborate de sodium (NaBEt4). Elle conduit à l’obtention de produits plus volatils. Lors de l’éthylation, chaque anion (noté X) du composé organostannique (RpSnX4-P) est substitué par un groupement éthyle provenant du NaBEt4

 


RpSn(4-p)+ + (4-p)NaBEt4à RpSnEt(4-p) + (4-p)Na+ + (4-p)BEt3


 


        Cette dérivation s'effectue dans un solvant organique apolaire (isooctane par exemple) dans un réacteur contenant une solution tampon d’éthanolate de sodium – acide acétique (pH = 4,8).

Remarque : 

L’extraction par SPME peut être réalisée de deux manières différentes :

Øsoit en plaçant directement la fibre en contact avec la solution aqueuse 

Øsoit en espace de tête (ou headspace) c’est – à – dire au dessus de la solution dans un réacteur fermé. Cette méthode est préconisée pour les composés volatils et les matrices très chargées tels que les fluides biologiques ou les extraits de sols. 

Le principe de la SPME est basé sur l’obtention d’un équilibre entre la phase aqueuse ou gazeuse et la phase recouvrant la fibre. Lorsque l’équilibre est atteint, la fibre est rétractée dans une protection en inox.
 

 

Analyse par chromatographie

L’aiguille de la seringue recouverte par la fibre, sur laquelle sont adsorbés (ou même absorbés selon la nature de la phase solide) les composés organostanniques, est directement placée dans l’injecteur du chromatographe en phase gazeuse. Le système d’injection (splitless) permet la désorption, l’évaporation et le transport des substances à analyser dans la colonne chromatographique est assuré par un gaz vecteur inerte (N2).

La séparation des différentes espèces est réalisée dans une colonne capillaire. La phase est apolaire et en polydiméthylsiloxane. Du fait de la différence de la volatilité des composés à séparer, la colonne ne peut être maintenue à une température constante. Pour avoir une bonne séparation des pics, un gradient de température est donc utilisé.

La détection proposée dans le travail réalisé au Laboratoire de chimie analytique, bio-inorganique et environnement de Pau est une détection par photométrie de flamme pulsée (PFPD). La limitation du débit d’air-hydrogène à un dixième de celui utilisé en photométrie à flamme pulsée classique permet l’obtention d’une flamme pulsée et non plus une flamme continue. En effet, le mélange air-hydrogène est enflammé par intermittence. A chaque allumage, une flamme se propage de la chambre d’allumage à la chambre de combustion et déclanche ainsi l’émission des espèces moléculaires pendant quelques millisecondes.
 



 


Schéma du détecteur par photométrie de flamme pulsée VARIAN (thèse Carlier- Pinasseau)

Remarque : Il peut y avoir des interférences qui fausseraient les chromatogrammes. En effet, quelque soit la longueur d’onde considérée, les profils d’émission de l’étain, du soufre ou même du phosphore sont identiques en fonction du temps. Cependant, ils dépendent de la température du détecteur. Il faut donc se placer dans les conditions où les pics de ces différents composés et de celui des produits de combustion sont suffisamment séparés, afin de pouvoir s’affranchir de ces interférences.
 

 

Le spectre obtenu est :
 



 


(Le Gac et al.,  [7])


 

Protocole analytique :

Réactifs

1-1- Acide acétique glacial 100%

1-2- Etalon interne : TPrT en solution dans l'eau à 10 mg/L

1-3- Solution aqueuse acide acétique/acétate de sodium l mol/L, pH = 4.8

1-4- Solutions étalons dans le méthanol à l g/L (MBT, DBT, TBT, MPhT, DPhT, TPhT, MOcT, DOcT, TOcT)

1-5- Iso octane

1-6- Solution aqueuse de tétraéthylborate à 20 g/L.
 

 

Principe

Peser dans un tube d'extraction environ 0,5 g de sédiment (précision au millième). Ajouter 20 ml d'acide acétique (1-1) à la pipette de précision puis 50 µL d'étalon interne (1-2). Répéter l'opération deux fois de plus. Faire un blanc en suivant le même procédé que pour l'échantillon. Préparer trois tubes en plus pour faire des ajouts dosés :

 


Solutions à lg/LCH3OHà 100 µL/10 mLH2à ajout l : 50 µL dans le tube d'extraction

                  (1-4)                        10 mg/L              ajout 2: 100 µL dans le tube d'extraction


 



Recouvrir les tubes de papier aluminium et agiter pendant 12 à l5 heures à 420 tr/min. Centrifuger pendant 10 minutes à 3000 tr/min. Verser 100 mL de tampon (1-3) dans le réacteur , puis l mL de surnageant prélevé dans le tube d'extraction à la pipette.

Ajouter dans chaque réacteur, 500 µL de solvant d'extraction (1-5), puis 500 µL d'agent éthylant (1-6). Agiter 30 minutes à 320 tr/min. Puis, munir les réacteurs de col, ajouter de l'eau-milliQ pour faire monter la phase organique. Surmonter le col d’une seringue dont l’extrémité est constituée d’une phase solide en PDMS, polyacrylate ou carbowax (= SPME) et ce système est agité sur une table d’agitation elliptique.
 

 

La seringue est ensuite directement introduite dans l’ensemble GC-PFPD.

Injecteur : Tinj = 290°C

Débit de gaz : air = 240mL/min

H2 = 185 mL/min

N2 = 30 mL/min

Filtre interférentiel : 611 ± 20nm

Vinjecté = 1 à 5µL

Remarque : 


 


Spectre d’émission de l’étain (thèse Sandrine Aguerre, 2001)


 



Colonne capillaire :

Longueur = 30m,

Diamètre = 0,25mm

Phase stationnaire = polyéthylsiloxane d’épaisseur = 0,25µm

Débit du gaz vecteur = 0,7mL/min
 

 

Conditions de température :
 


80°C  ---------------------->  180°C  ------------------------>  270°C

                                                                       1min           30°C/min                                  10°C/min                     7min


 


Durée de l’analyse = 15min

Facteur de résolution > 1,5

Appareillage

Les échantillons sont séparés et détectés par GC et détecteur spécifique (PFPD, MIP-AES)

 
 

Calcul des concentrations

La méthode de quantification s'effectue par ajouts dosés et étalonnage interne. Son principe repose sur la relation entre la quantité de composé injectée (mi) en nano gramme et la surface du pic chromatographique correspondant (Si) :

 


mi = Ki x Si


 


Ki représentant le coefficient de réponse du composé
 

 

Soit pour l'étalon interne E :
 


mE = KE x SE


 


KE représentant le coefficient de réponse de l'étalon interne
 

 

Ainsi la masse du composé organostannique est donnée par :
 


mi = (Ki /KE) x (Si/SE) x mE


 


mE et SE représentant respectivement la masse de l'étalon et la surface du pic chromatographique de l'étalon.
 

 

La concentration C est déterminée à partir de la droite de régression des ajouts dosés :
 


Sr = K x Q + b


 
 

avec K = pente de la droite

 Q = quantité en ng(Sn)

 b = ordonnée à l'origine.
 


C = (Sr0) /K).V/(m.H) [ng(Sn).g-1 de matière sèche]


 


avec  Sr0 = Sr au point 0 c 'est à dire à b = 0.

m = masse de l'échantillon solide analysé

H = pourcentage d'humidité dans l'échantillon solide

V=20mL.
 

 

Résumé :


 


thèse Le Gac
 

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